: Литература - Другое (книга по генетике)

: Литература - Другое (книга по генетике)

генов 4- 0SMN (tBCD541) и сBCD541 4, что 0указывает, по мнению

авторов, 4на то, 0что такая аберрация должна проявляться как

доминантная леталь еще в эмбриогенезе.

Некоторые положения этой, безусловно, основополагающей

работы французских авторов, по-видимому, еще требуют уточне-

ния, однако, уже сейчас она сделала возможной прямую молеку-

лярную диагностику СМА у 98,6% больных. С этой целью прово-

дится амплификация экона 7, который отсутствует у подавляю-

щего большинства больных. Нормальный экзон 7 (ген SMN) диф-

ференцируют от мутантного варианта (ген cBCD541) c помощью

SSCP анализа. При необходимости возможна косвенная диаг-

ностика - ПЦР анализ динуклеотидных (CA) повторов ДНК ло-

кусов D5S125; D5S112; D5S127; ПДРФ-анализ с фланкирующими

ДНК-зондами MU, 105-153RA; 153-6741 GT.

10.4.11 Атаксия Фридрейха.

Атаксия Фридрейха (АФ) - сравнительно редкое (1 : 22

-25 000) аутосомно-рецессивное заболевание, характеризующе-

еся прогрессивной дегенерацией нервных клеток мозжечка. Ген

АФ не идентифицирован, но достаточно точно картирован на

хромосомных (9q13-q21) и физических картах ДНК-маркеров. На-

иболее тесное сцепление гена АФ показано для локуса D9S5

(зонд 26Р). Сконструированы космидные библиотеки и

составлены подробные физические карты области 4 0геномной ДНК

хромосомы 9, включающей локус D9S7 и, предположительно, ген

АФ. Определено положение гена ФА по отношению к другим флан-

кирующим молекулярным маркерам (Fujita etal., 1991; Wilkes

et al., 1991) 4. 0В настоящее время известно, по крайней мере,

5 таких ДНК маркеров: GS4, MCT-112, GS2 -дистальные и мик-

росателлитные маркеры FD1 (на расстоянии 80 кб 4) 0и MLS1 (на

расстоянии 150 кб) - проксимальные. Изучены особенности ал-

лельного полиморфизма этих систем для различных популяций

Западной Европы. Для всех 5 молекулярных маркеров выяснены

гаплотипы, сцепленные с заболеванием. Гаплотипы обоих мик-

росателлитных маркеров оказались в абсолютном генетическом

неравновесии с АФ, что доказывет их весьма близкое располо-

жение на генетической карте по отношению к мутантному гену

АФ (Pianese et al., 1994).

Диагностика АФ пока возможна только непрямыми методами.

ПДРФ анализ с помощью ДНК-зондов на дистальные полиморфные

сайты, либо ПЦР анализ полиморфизма проксимальных по отноше-

нию к гену АФ микросателлитных маркеров MLS1 или FD1.

Нами рассмотрены лишь некоторые моногенные наследствен-

ные болезни, условно разделенные на три подгруппы, исходя,

главным образом, из того насколько они изучены с молекулярно

-генетических позиций, их актуальности для пренатальной ди-

агностики и в какой мере они важны для медико-генетической

службы нашей страны. Более того, исторически сложилось так,

что именно такие заболевания как муковисцидоз, миодистрофия

Дюшенна, гемофилия А, фенилкетонурия, то 4 0есть 4 0социально наи-

более значимые, раньше других генных болезней стали предме-

том детального молекулярного анализа в нашей лаборатории и в

других медико-генетических центрах и научно-практических

подразделениях России (см. Баранов, 1991, 1994;

Baranov,1993; Евграфов, Макаров, 1987).

Естественно, что рассмотренными нозологиями отнюдь не

исчерпывается список тех болезней, которые являются объекта-

ми молекулярных исследований в нашей стране. Например, из

обзора выпали такие моногенные 4 0болезни как гиперхолестерине-

мия, гемоглобинопатии, дефицит альфа-1 антитрипсина, мито-

хондриальные болезни. 4 0Для многих из них разработаны и широко

применяются эффективные методы молекулярной диагностики, ве-

дутся исследования по генотерапии. 4 0Мы не касались также ра-

бот проводимых, 4 0главным образом, 4 0в возглавляемой профессором

Е.И.Шварцем лаборатории молекулярной диагностики ПИЯФ РАН и

посвященных молекулярному анализу мультифакториальных забо-

леваний, 4 0таких как диабет, гипертония, ишемия сердца. Ре-

зультаты этих 4 0исследований 4 0будут, по-видимому, предметом

следующих обзоров и монографий.

ГЛАВА I

СТРУКТУРА И МЕТОДЫ АНАЛИЗА ДНК.

Раздел 1.1 Общие представления, центральная догма, гене-

тический код.

Универсальная генетическая субстанция или "энциклопедия

жизни", ДНК, содержит информацию, необходимую для синтеза

белков и нуклеиновых кислот, присутствующих во всех типах

клеток как про- так и эукариот. Дезоксирибонуклеиновые кис-

лоты (ДНК) - это нитевидные молекулы, состоящие из четырех

расположенных в варьирующем порядке нуклеотидов: пуринов -

аденина и гуанина, и пиримидинов - цитозина и тимина, соеди-

ненных в полинуклеотидную цепь с остовом из чередующихся ос-

татков сахара - дезоксирибозы, и фосфата. Последовательность

нуклеотидов ДНК или пар оснований составляет информационную

емкость молекулы, определяя порядок синтеза и аминокислотную

последовательность белков в соответствии с универсальным для

всех живых существ трехбуквенным - триплетным, генетическим

кодом (Табл.1.1). Дезоксирибонуклеиновые кислоты представля-

ют собой единственный тип молекул, способных к самовоспроиз-

водству или репликации, что и обеспечивает преемственность

генетической информации в ряду поколений. Записывается

последовательность ДНК слева направо (5' - 3') первыми заг-

лавными буквами соответствующих нуклеотидов, являющихся од-

новременно единицами измерения молекулы. Размеры ДНК могут

меняться в гигантских пределах от нескольких нуклеотидов до

миллиардов пар оснований (п.о.). В качестве единиц измерения

размеров ДНК используются также килобазы (kb) и мегабазы

(mb) - последовательности, соответствующие тысячи и миллиону

пар оснований, соответственно.

ДНК могут существовать как в виде однонитевых, так и в

виде двухнитевых молекул. Двухнитевые или двухцепочечные мо-

лекулы образуются за счет химического комплементарного спа-

ривания между аденином и тимином (А - Т) и между гуанином и

цитозином (Г - Ц). Эти водородные связи между парами нуклео-

тидов достаточно непрочные, так что цепи ДНК могут легко

диссоциировать - разделяться, и ассоциировать - соединяться,

при изменении температуры или солевых концентраций. При каж-

дом цикле ассоциаци - диссоциации или, как еще говорят, от-

жиге - плавлении, будет точно воспроизводиться двухнитевая

структура - дуплекс, устойчивость которого определяется со-

ответствием нуклеотидных пар. Наиболее устойчивы структуры,

представленные полностью комплементарными нитями ДНК. Про-

цесс образования дуплексов носит название гибридизации. Спо-

собность к комплементарному спариванию оснований - одно из

самых замечательных свойств ДНК, определяющих возможность ее

саморепликации и точного выбора специфических участков акти-

вации молекулы в процессе считывания генетической информа-

ции. Это свойтво широко используется в молекулярной биологии

для поиска и идентификации нужных последовательностей в ог-

ромных молекулах ДНК при использовании в качестве зондов ее

сравнительно небольших меченых фрагментов.

У человека большая часть ДНК- 3.2 миллиарда пар основа-

ний, находится в ядрах клеток в виде 46 плотно упакованных,

суперскрученных за счет взаимодействий с ядерными белками

структур, называемых хромосомами. Сравнительно небольшая

часть ДНК - около 5%, пристствует в митохондриях - органел-

лах цитоплазмы, обеспечивающих процессы дыхания и энерегети-

ческого обмена клеток эукариот. В большинстве соматических

клеток ДНК представлена в двух копиях - по одной в каждой

хромосоме. Таким образом, в клетках присутствуют 23 пары

хромосом, 22 из которых гомологичны друг другу - аутосомы, и

одна пара (X и Y) - половые хромосомы. Наличие Y хромосомы

определяет мужской пол особи. При записи нормального карио-

типа индивидуума указывается общее число хромосом и тип по-

ловых хромосом. Таким образом, нормальный кариотип мужчины -

46,XY, а женщины -46,XX. В процессе гаметогенеза происходит

случайное расхождение гомологичных хромосом в мейозе и в

каждой зрелой половой клетке - гамете, остается только 23

хромосомы, то есть гаплоидный набор хромосом. При этом в

каждой гамете сохраняется лишь одна половая хромосома - го-

носома. В яйцеклетках это X хромосома, тогда как сперматозо-

иды с равной вероятностью несут как X, так и Y хромосому, то

есть пол будущей особи детерминируется геномом сперматозои-

да. При оплодотворении диплоидный набор хромосом восстанав-

ливается. В соответствии с современными представлениями ге-

ном человека состоит из 25 хромосом, 22 из которых аутосомы,

2 половые хромосомы и одна митохондриальная . В каждой клет-

ках присутствует порядка 1000 митохондрий, а в каждом мито-

хондрионе содержится около 10 кольцевых митохондриальных

хромосом, сходнах с хромосомами бактерий. Таким образом, в

клетках присутствует около 1000 копий митохондриальных хро-

мосом.

В хромосомах эукариот ДНК находится в двухнитевой форме,

что обеспечивает возможность ее точной репликации при каждом

цикле деления клетки. Одна нить кодирующая или смысловая,

комплементарная ей нить - антисмысловая. Декодирование ин-

формации, заключенной в молекуле ДНК, или процесс транскрип-

ции, осуществляется за счет избирательного синтеза молекул

РНК, комплементарных определенным участкам ДНК, так называе-

мых первичных РНК транскриптов. Транскрибируемые участки ДНК

носят название генов. Рибонуклеиновые кислоты (РНК) по своей

структуре очень сходны с молекулами ДНК. Они также состоят

из четырех нуклеотидов, только одно из пиримидиновых основа-

ний - тимин, заменено на урацил и в сахарозном остове вместо

дезоксирибозы представлена рибоза. Молекулы РНК существуют

только в однонитевой форме, но могут образовывать дуплексы с

молекулами ДНК. После синтеза молекулы РНК претерпевают

достаточно сложную модификацию - процессинг. При этом про-

исходят изменения в концевых участках молекул и вырезаются

области, гомологичные интронам - некодирующим частям гена.

Этот процесс называется сплайсингом. В результате из первич-

ных РНК транскриптов образуются молекулы информационной или

матричной РНК (мРНК), представляющие собой непрерывную

последовательность нуклеотидов, гомологичную только экзонам

- смысловым участкам гена. Молекулы мРНК в виде рибонуклео-

протеиновых гранул выходят из ядра в цитоплазму и соединяют-

ся с рибосомами, где происходит процесс трансляции - синтез

полипептидной цепи. Трансляция мРНК происходит в точном со-

ответствии с генетическим кодом, согласно которому последо-

вательность из трех нуклеотидов РНК - кодон, соответствует

определенной аминокислоте или сигналу терминации синтеза по-

липептидной цепи (Табл.1.1). Реализация генетического кода

осуществляется с участием 20-ти типов транспортных РНК

(тРНК), единственных нуклеиновых кислот, содержащих в своем

составе наряду с нуклеотидами одну из аминокислот. тРНК име-

ют кленовообразную форму, в хвостовой части молекулы распо-

ложена определенная аминокислота, в точном соответствии с

последовательности из трех нуклеотидов в области, называемой

антикодоном. Прохождение мРНК по рибосоме является сигналом

приближения к рибонуклеопротеидному комплексу той тРНК, у

которой последовательность нуклеотидов в антикодоне компле-

ментарна кодирующему триплету мРНК. Таким образом транспор-

тируется соответствующая аминокислота и осуществляется пос-

ледовательный синтез полипептидной цепи. Митохондрии имеют

свою автономную систему белкового синтеза: рибосомальные

РНК, мРНК и транспортные РНК.

Генетический код универсален для всех живых существ -

это одно из его главных свойств. Небольшие отличия в струк-

туре кода найдены только для митохондриальной ДНК. Так в ми-

тохондриальном генетическом коде стоп кодонами являются

триплеты АГА и АГЦ, кодирующие аргинин в ядерной ДНК

(Табл.1.1). Универсальность генетического кода служит наибо-

лее веским аргументом в пользу гипотезы об едином источнике

возникновения жизни на земле и о филогенетическом родстве

всех видов живых существ. Кроме того, именно это свойство

обеспечивает возможность прочтения в любых модельных клеточ-

ных системах искусственно введенной генетической информации,

сконструированной из фрагментов ДНК разного видового про-

исхожденеия. Таким образом, вся генная инженерия основана на

универсальности генетического кода. Другим свойством генети-

ческого кода является его вырожденность, заключающаяся в

том, что все аминокислоты кроме двух кодируются несколькими

вариантами триплетов. Действительно, из 64 возможных комби-

наций нуклеотидных триплетов РНК три соответствуют термини-

рующим кодонам - ochre, amber и opal, остальные варианты

(61) кодируют 20 аминокислот, причем триплеты, кодирующие

одну и ту же аминокислоту, как правило, различаются по

третьему нуклеотиду в кодоне. Таким образом, зная нуклеотид-

ную последовательность кодирующего участка ДНК, можно одноз-

начно прогнозировать аминокислотную последовательность соот-

ветствующего полипептидного фрагмента, тогда как одна и та

же аминокислотная последовательность может кодироваться раз-

личным образом. При этом, число возможных вариантов кодирую-

щих ДНК резко возрастает с увеличением длины полипептида.

На следующем этапе полипептидные цепи транспортируются

к специфическим органеллам клетки и модифицируются с образо-

ванием зрелого функционально активного белка. В некоторых

случаях информация с молекул РНК может обратно транскрибиро-

ваться в молекулы ДНК. В частности, при обратной транскрип-

ции мРНК образуются молекулы комплементарной ДНК - кДНК, в

которой в зависимости от полноты процесса представлены

частично или полностью все смысловые кодирующие последова-

тельности гена. Рассмотренная схема реализации однонаправ-

ленного потока информации ДНК-РНК-Белок составляет основу

центральной молекулярно-биологической догмы - рис.1.1.

Более детально с процессами репликации, транскрипции,

процессинга и трансляции можно ознакомиться в многочисленных

руководствах по молекулярной биологии, цитологии и генетике

(Стент, Кэлиндер, 1981; Зенгер, 1987; Льюин, 1987).

1.2 Выделение ДНК, ее синтез и рестрикция.

ДНК может быть изолирована из любого типа тканей и кле-

ток, содержащих ядра. Этапы выделения ДНК включают быстрый

лизис клеток, удаление с помощью центрифугирования фрагмен-

тов клеточных органелл и мембран, ферментативное разрушение

белков и их экстрагирование из раствора с помощью фенола и

хлороформа, концентрирование молекул ДНК путем преципитации

в этаноле. Из 1 грамма сырой ткани или из 10!9 клеток обычно

получают 2 миллиграмма ДНК. У человека ДНК, чаще всего, вы-

деляют из лейкоцитов крови, для чего собирают от 5 до 20 мл

венозной крови в стерильную пробирку с раствором, пре-

пятствующим коагуляции (например, с глюгециром или гепари-

ном). Затем отделяют лейкоциты и разрушают клеточные и ядер-

ные мембраны добавлением буферных растворов, содержащих де-

натурирующие агенты. Наилучшие результаты при выделении ДНК

дает применение протеиназы-К с последующей фенол - хлоро-

формной экстракцией разрушенных белков. ДНК осаждают в эта-

ноле и растворяют в буферном растворе. Оценку качества экс-

трагированной ДНК проводят на основании измерения оптической

плотности раствора ДНК в области белкового и нуклеинового

спектров поглощения. В чистых образцах ДНК соотношение

А(260)/A(280) > 1.8. В противном случае процедуру очистки

необходимо повторять, так как для успешного использования и

хранения ДНK белки должны быть полностью удалены. Более под-

робно с методами выделения и очистки ДНК из различных тканей

можно ознакомиться в работах и руководствах, приведенных в

конце книги (Маниатис и др., 1984; Дейвис, 1990; Горбунова и

др., 1991).

В процессе сложного и многообразного функционирования

различные участки хромосом и ДНК претерпевают разнообразные

регулируемые и, в основе своей, обратимые изменения. Эти мо-

дификации осуществляются с помощью специальных белков - фер-

ментов. Описание ферментативного аппарата репликации, транс-

крипции, репарации - системы защиты и восстановления повреж-

денных участков ДНК, рекомбинации, то есть обмена участками

гомологичных хромосом и ДНК, далеко выходит за рамки нашего

изложения. Мы кратко ознакомимся только с двумя классами

ферментов ДНК - полимеразами и рестриктазами, особенно важ-

ными для понимания основ современной молекулярной диагности-

ки.

Ферменты, осуществляющие синтез ДНК, называются ДНК-по-

лимеразами. И в бактериальных клетках, и в клетках эукариот

содержатся три различные формы ДНК-полимераз, все они обла-

дают синтезирующей активностью и способны удлинять цепи ДНК

в направлении 5' - 3', последовательно наращивая по одному

нуклеотиду к 3'-OH концу, причем точность синтеза определя-

ется специфичностью спаривания оснований. Таким образом, для

работы ДНК-полимеразы необходима однонитевая матричная ДНК с

двухнитевым участком на 3'- конце молекулы. Кроме того, в

среде должны присутствовать четыре типа трифосфатов (dATP,

dCTP, dGTP и dTTP) - молекул, состоящих из основания -A,C,G

или T, сахара - дезоксирибозы (d) и трех фосфатных остатков

(P). В клетках эукариот репликацию осуществляет ДНК-полиме-

раза альфа, а в клетках E. coli - ДНК-полимераза 111.

ДНК-полимеразы обладают различными активностями, в том числе

и экзонуклеазной в направлении 3' - 5', что позволяет им

исправлять - репарировать, дефекты, допущенные при подборе

комплементарных оснований. ДНК-полимераза 1 E. coli способна

инициировать репликацию в месте разрыва ДНК и замещать гомо-

логичный участок в двойной цепи ДНК. Это свойство использу-

ется для введения в ДНК меченых нуклеотидов методом

ник-трансляции.

Открытие бактериальных ферментов, обладающих эндонукле-

азной активностью - рестрикционных эндонуклеаз или рестрик-

таз, значительно продвинуло исследование структуры ДНК и

возможности генноинженерного манипулирования с молекулами

ДНК. In vivo эти ферменты участвуют в системе распознования

и защиты "своих" и уничтожении чужеродных ДНК. Рестриктазы

узнают специфические последовательности из 4 - 6, реже 8 -

12 нуклеотидов в двухцепочечной молекуле ДНК и разрезают ее

на фрагменты в местах локализации этих последовательностей,

называемых сайтами рестрикции. Количество образующихся рест-

рикционных фрагментов ДНК определяется частотой встречаемос-

ти сайтов рестрикции, а их размер - характером распределения

этих сайтов по длине исходной молекулы ДНК. Чем чаще распо-

ложены сайты рестрикции, тем короче фрагменты ДНК после

рестрикции. В настоящее время известно более 500 различных

типов рестриктаз бактериального происхождения, причем каждый

из этих ферметов узнает свою специфическую последователь-

ность. Рестриктазы выделяют путем биохимической очистки из

различных видов бактерий и обозначают тремя буквами, соот-

ветствующими первым трем буквам латинского названия вида

бактерий, и римской цифрой, соответствующей хронологии отк-

рытия этого фермента у данного вида бактерий. В зависимости

от частоты встречаемости сайтов рестрикции в молекуле ДНК

различают три класса рестриктаз часто-, средне- и редкощепя-

щие. Естественно, что рестриктазы, узнающие длинные специфи-

ческие последовательности (8-12 п.о.), как правило, являются

редкощепящими (например Nor1), а узнающие короткие (4-5

п.о.) - частощепящими (Taq1, EcoR1).

Сайты рестрикции могут быть использованы в качестве

генетических маркеров ДНК. Действительно, образующиеся в ре-

зультатае рестрикции фрагменты ДНК могут быть упорядочены по

длине путем электрофореза в агарозном или полиакриломидном

геле, и тем самым может быть определена их молекулярная мас-

са, а, значит, и физическое расстояние между сайтами. Напом-

ним, что обычным методом выявления ДНК в геле, также как и

РНК, является ее специфическое окрашивание, чаще всего эти-

диумом бромидом, и просмотр геля в проходящем ультрофиолете.

При этих условиях места локализации ДНК имеют красную окрас-

ку. При использовании для рестрикции нескольких эндонуклеаз

с последующим электрофоретическим анализом перекрывающихся

аддитивных по длине фрагментов ДНК можно добиться полного

упорядочивания сайтов узнавания для каждого из ферментов от-

носительно друг друга и каких-то иных маркеров, присутствую-

щих в исследуемой молекуле ДНК. Процесс этот называется фи-

зическим картированием и является обязательным элементом

анализа плазмидных, вирусных, бактериальных ДНК и относи-

тельно небольших фрагментов ДНК эукариот. На рис.1.2. предс-

тавлен простейший пример такого картирования в том случае,

когда в исследуемой молекуле ДНК присутствует по одному сай-

ту рестрикции для двух эндонуклеаз. После обработки исходной

ДНК отдельно каждой из рестриктаз образуется два фрагмента,

соответствующих по длине расстоянию от концов молекулы ДНК

до сайтов рестрикции. При совместной обработке обеими эндо-

нуклеазами на электрофореграмме появляется новый фрагмент,

размер которого соответствует расстоянию между сайтами рест-

рикции. Очевидно, что эти данные еще не позволяют однозначно

определить положение сайтов рестрикции по отношению к концам

молекулы ДНК. Однако, достаточно знать расположение хотя бы

одного маркера для того, чтобы произвести точное физическое

картирование исходной молекулы ДНК независимо от количества

локализованных в ней сайтов рестрикции.

При обработке тотальной геномной эукариотической ДНК, в

частности ДНК человека, часто- или среднещепящими эндонукле-

азами образуется так много фрагментов различной длины (в

среднем, порядка 1 миллиона), что их не удается разделить с

помощью электрофореза, то есть не удается визуально иденти-

фицировать отдельные фрагменты ДНК на электрофореграмме.

После электрофореза рестрцированной геномной ДНК получается

равномерное окрашивание по всей длине геля - так называемый

шмер. Идентификация нужных фрагментов ДНК в таком геле воз-

можна только путем гибридизации с мечеными ДНК-зондами. Это

достигается при помощи метода блот-гибридизации по Саузерну.

1.3. Блот-гибридизация по Саузерну, гибридизация in situ.

Одним из наиболее эффективных методов идентификации

определенных молекул ДНК среди электрофоретически разделен-

ных фрагментов является ставший уже классическим метод

блот-гибридизации по Саузерну, по фамилии автора Edцuard So-

uthern, предложившего данный метод в 1975г . Последователь-

ные этапы данного метода представлены на Рис.1.3. Суть мето-

да заключается в том, что геномная ДНК подвергается рестрик-

ции одной или несколькими рестриктазами, после чего образую-

щиеся фрагменты разделяются по молекулярному весу в агароз-

ном или акриламидном гелях. Затем ДНК подвергается денатура-

ции in situ и переносится с геля на плотный носитель (обычно

нитроцеллюлозный фильтр или нейлоновую мембрану). Сам пере-

нос (блоттинг) осуществляется за счет действия капиллярных

сил, электрического поля или вакуума. Фиксированную на филь-

тре ДНК гибридизуют с радиоактивномеченым ДНК или РНК зон-

дом. Методом авторадиографии определяют положение искомого

фрагмента геномной ДНК на электрофореграмме. Блот-гибридиза-

ция - высоко чувствительный метод идентификации специфичес-

ких последовательностей ДНК. При достаточно длительной экс-

позиции (в течение несколько дней) и при высокой удельной

радиоактивности ДНК-зонда (более 10!9 расп/ мин/микроГ) этот

метод позволяет выявлять менее, чем 0,1 пикоГ ДНК. Так при

использовании зонда размерами в несколько сот оснований уни-

кальная последовательность в 1 000 п.о. может быть выявлена

в 10 микроГ геномной рестрицированной ДНК в виде отдельной

полосы на радиоавтографе после его экспозиции в течение 12

часов. Метод позволяет работать и с очень короткими олиго-

нуклеотидными зондами (20 п.о.), однако требует особенно хо-

рошего мечения и длительной экспозиции фильтра. Необходи-

мость работы с чистыми препаратами ДНК, применение высокоме-

ченых радиоактивных зондов, длительность и трудоемкость всей

процедуры делают её весьма дорогостоящей. Тем не менее, в

ряде случаев и сегодня метод не потерял своего значения в

том числе и для диагностики генных болезней. В последнее

время для этих целей нередко используют различные варианты

нерадиоактивного мечения или окраску ДНК азотно-кислым се-

ребром.

Гибридизация с меченым ДНК-зондом препаратов ДНК или

РНК, нанесенных капельно на твердый матрикс без предвари-

тельной рестрикции и электрофореза носит название дот- или

слот-гибридизации в зависимости от конфигурации пятна ДНК на

фильтре, округлой или продолговатой, соответственно. На

рис.1.3 также изображены последовательные этапы этих мето-

дов. Попутно отметим, что метод гибридизации ДНК-зондов с

электрофоретически разделенными молекулами РНК носит назва-

ние Нозерн блот, тогда как Вестерн блот или иммуноблот - это

связывание электрофоретически разделенных белков, фиксиро-

ванных на фильтрах, с мечеными антителами. Название этих ме-

тодов - дань уважения молекулярных генетиков профессору Сау-

зерну, внесшему неоценимый вклад в разработку эксперимен-

тальных подходов, используемых для анализа ДНК.

В ряде случаев для проведения гибридизации с ДНК зонда-

ми не требуется предварительного выделения и очистки ДНК.

Процедуру гибридизации можно проводить не только на геле, на

фильтрах или в растворе, но и на гистологических или хромо-

сомных препаратах. Этот метод носит название гибридизации in

situ. Вариант метода, при котором в качестве зондов исполь-

зуются препараты ДНК или РНК, меченые флюорохромами, называ-

ется FISH (flurescein in situ hybridization). Меченый

ДНК-зонд наносят на препараты дифференциально окрашенных и

подготовленных для гибридизации (денатурированных) метафаз-

ных хромосом. Предварительная обработка хромосом направлена

на облегчение доступа зонда к геномной ДНК. Важное значение

имеет также подбор условий, максимально способствующих про-

цедуре гибридизации. После отмывки несвязавшихся молекул ДНК

и нанесения светочувствительной эмульсии (при использовании

радиоактивной метки), либо проведения соответствующей обра-

ботки (при использовании биотин- или флюоресцеин-меченых ДНК

зондов) места локализации последовательностей ДНК, компле-

ментарных использованному ДНК-зонду, можно непосредственно

наблюдать в микроскоп в виде характерных точек над соответс-

твующими участками определенных хромосом (Рис.1.4).

Гибридизация in situ, является одним из наиболее эф-

фективных методов картирования комплементарных ДНК-зонду

последовательностей ДНК на хромосомах. Эта методика особенно

эффективна при исследовании распределения по геному повторя-

ющихся последовательностей ДНК, клонированных последователь-

ностей ДНК анонимного происхождения, при определении не

только хромосомной принадлежности, но и внутри-хромосомной

локализациии уникальных генов в тех случаях, когда имеются

соответствующие ДНК-зонды. При этом разрешающая способность

метода может достигать нескольких хромосомных бэндов. Сог-

ласно последним данным, в экспериментах на специально приго-

товленных и растянутых интерфазных хромосомах человека раз-

решающая способность метода FISH может достигать 50 kb, что

составляет всего около 1/20 величины среднего хромосомного

бэнда. Проблемы взаиморасположения клонированных фрагментов

ДНК даже в пределах одного хромосомного локуса также с успе-

хом решаются методом FISH.

Гибридизация in situ между молекулами РНК и кДНК-овыми

зондами, проводимая на гистологических препаратах, является

одним из наиболее эффективных методов анализа тканеспецифи-

ческого распределения и внутриклеточной локализации мРНК

(Манк, 1990). Подробно с этим и другими современными мето-

дом молекулярного и цитогенетического анализа, а также с их

многочисленными модификациями и вариантами можно ознако-

миться в серии работ, руководств и обзоров (Маниатис и др.,

1984; Дейвис, 1990; Sambrook et al., 1989).

1.4 ДНК-зонды, клонирование, векторные системы.

ДНК-зондом может служить любая однонитевая ДНК огра-

ниченного размера, используемая для поиска комплементарных

последовательностей в молекуле большего размера или среди

пула разнообразных молекул ДНК. В ряде случаев в качестве

зондов используют искусственным образом синтезированные оли-

гонуклеотидные последовательности ДНК, размер которых обычно

не превышает 30 нуклеотидов. Зондом также могут служить вы-

деленные из генома последовательности ДНК. Однако значитель-

но чаще такие последовательности предварительно клонируют,

чтобы иметь возможность получать их в любое время и в неог-

раниченном количестве. Клонирование предполагает встраивание

(инсерцию) чужеродной экзогенной ДНК в векторную молекулу

ДНК, обеспечивающую проникновение этой конструкции в бакте-

риальные клетки хозяина (Рис 1.5). Химерные молекулы ДНК,

составленные из фрагментов разного происхождения, носят наз-

вание рекомбинантных ДНК. В качестве клонирующих векторов

используют модифицированные плазмиды, фаги, космиды, ретро-

и аденовирусы, а также некоторые другие генетические конс-

трукции. Размеры клонированных ДНК-зондов составляют от со-

тен до нескольких тысяч нуклеотидов, что определяется, глав-

ным образом, способностью вектора удерживать чужеродный

фрагмент ДНК. Особенно широко применяют в качестве векторов

плазмидную ДНК.

Плазмиды - это небольшие кольцевые двухцепочечные мо-

лекулы ДНК, которые могут присутствовать в различном числе

копий в бактериальных клетках. Открытие плазмид связано с

изучением генетической природы антибиотикоустойчивости. Ока-

залось, что именно плазмиды могут нести гены, сообщающие

клеткам устойчивость к различным антибиотикам, и потеря

чувствительности инфекционных бактерий к их действию как раз

и происходит за счет отбора тех штаммов, в которых имеются

плазмиды с соответствующей генетической информацией. Заме-

тим, что присутствие плазмиды в бактериальной клетке вовсе

не обязательно для обеспечения ее жизнедеятельности, так как

при отсутствии антибиотиков в среде обитания бактерий штам-

мы, не содержащие плазмид, вполне жизнеспособны. Плазмиды

имеют автономную систему контроля репликации, обеспечивающую

поддержание их количества в клетке на определенном уровне -

от одного до нескольких сотен плазмидных геномов на клетку.

Обычно для клонирования выбирают плазмиды с ослабленным

контролем репликации, что позволяет им накапливаться в клет-

ке в большом числе копий. Конструирование плазмидных клони-

рующих векторов заключается во внесении изменений в систему

контроля репликации и в добавлении или вырезании генов анти-

биотикоустойчивости или удобных для клонирования иных гене-

тических элементов: специфических сайтов рестрикции, инициа-

ции и регуляции транскрипции и т.п. Чаще всего для клониро-

вания используют плазмиды pBR322, ColE1 или их производные.

Кольцевую молекулу плазмидной ДНК можно легко перевести

в линейную форму путем единичного разрыва в месте локализа-

ции уникального сайта рестрикции. Присоединение (встраива-

ние, инсерция) фрагмента чужеродной ДНК к концам линейной

молекулы осуществляется с помощью специфических ферментов

-лигаз, после чего гибридная плазмида вновь принимает коль-

цевую форму. Разработаны достаточно простые и эффективные

методы трансформации бактерий, то есть искусственного введе-

ния плазмид в бактериальные клетки. При этом, присутствующие

в плазмидах гены антибиотикоустойчивости используют в ка-

честве маркеров трансформированных бактерий для их отбора на

соответствующих селективных средах. При размножении

трансформированных бактерий происходит увеличение числа ко-

пий инсертированного фрагмента ДНК. Таким образом, этот чу-

жеродный для бактерий генетический материал может быть полу-

чен, практически, в любых количествах. Выделенная из бакте-

рий плазмидная ДНК или изолированный из плазмиды инсертиро-

ванный фрагмент могут быть в дальнейшем использованы в ка-

честве ДНК-зондов.

Для некоторых целей в качестве клонирующих векторов

оказалось удобнее использовать фаги - бактериальные вирусы.

Фаговая ДНК существует только в линейной форме, поэтому при

ее рестрикции образуются два фрагмента, которые сшивают с

чужеродной ДНК с образованием химерного фага. Чисто техни-

чески эта операция проще, чем инсерция в плазмиду. Однако,

размеры встраимовой ДНК ограничены пакующей способностью го-

ловки фага. Поэтому при конструировании вектора вырезают

последовательности фаговой ДНК, не имеющие критического зна-

чения для жизнеобеспечения фага. Такой бактериофаг может су-

ществовать только в том случае, если в него встроена чуже-

родная ДНК, по размерам сопоставимая с вырезанной фаговой

ДНК. Наиболее удачные конструкции векторов были получены на

основе фага лямбда - лямбда gt10, лямбда gt11, лямбда Zap.

Многие проблемы молекулярной генетики успешно решаются

с использованием экспрессионных векторов, содержащих в своем

составе регуляторные последовательности, обеспечивающие син-

тез чужеродных белков в клетках хозяина. Так в случае лямбда

gt11 фаги могут быть выращены в, так называемых, репликатив-

ных условиях, обеспечивающих экспрессию инсертированной ДНК.

Так как обычно ДНК встраивают в район локализации маркерного

гена, позволяющего вести селекцию химерных фагов, то

экспрессироваться будет слитый белок, в котором часть поли-

пептидной цепи будет соответствовать маркерному белку, а

часть цепи будет транслироваться в соответствии с информаци-

ей, заключенной во встроенном фрагменте ДНК. Этот белок мо-

жет быть идентифицирован путем детекции фрагмента маркерного

белка либо с помощью антител к специфическим участкам, коди-

руемым чужеродной ДНК.

В последнее время большое распространение получило

клонирование в космидах - конструкциях, обьединяющих в себе

преимущества плазмид и фагов. Космиды получены на основе

плазмид, но в них введены генетические элементы фага лямбда,

отвечающие за упаковку ДНК в фаговой частице. Такие векторы

могут существовать не только в виде плазмид, но и в виде фа-

говых частиц in vitro. Космиды обладают большей клонирующей

способностью по сравнению с плазмидными и фаговыми векторами

и могут нести до 40-45 тысяч пар оснований инсертированной

ДНК. Все вышеперечисленные векторы используются для клониро-

вания в прокариотических системах.

Векторы, пригодные для направленного переноса в эука-

риотические клетки, конструируют на основе прокариотических

или дрожжевых плазмид - единственных плазмид, найденных в

клетках эукариот, а также используют различные эукариоти-

ческие вирусы, чаще всего ретровирусы, аденовирусы или аде-

ноассоциированные вирусы. При использовании плазмид в ка-

честве клонирующих векторов в них вводят вирусные последова-

тельности, ответственные за начало репликации. Введение век-

торов в эукариотические клетки часто осуществляют путем

ко-трансформации, то-есть одновременно вводят плазмиду и

сегмент чужеродной ДНК. Векторные последовательности, вве-

денные в клетки эукариот, могут сохраняться там в течение

нескольких дней в виде суперскрученных кольцевых молекул -

эписом. В редких случаях возможна интеграция экзогенной ДНК

в хромосомную ДНК. В этих случаях введенные последователь-

ности устойчиво сохраняются в геноме клеток хозяина и насле-

дуются по менделевскому типу (см. Глава VIII).

Для клонирования субхромосомальных фрагментов ДНК, со-

держащих целые гены, разработана система дрожжевых минихро-

мосом. Искусственные дрожжевые хромосомы (YAC - artificial

yeast chromosomes) конструирют на основе плазмидных векто-

ров, содержащих в своем составе известные центромерные и те-

ломерные последовательности хромосом дрожжей, необходимые

для поддержания и репликации векторов в клетках хозяина. Та-

кие системы способны удерживать фрагменты чужеродной ДНК

размером в несколько сотен тысяч и даже миллионов пар осно-

ваний.

Остановимся коротко на методах введения векторов в клетки

хозяина. Но прежде всего, определим основные термины. Как

уже упоминалось, введение плазмидной ДНК в бактериальные

клетки назвается трансформацией. Если перенос генов осущест-

вляется с помощью фага, то говорят о трансдукциии. Процесс

введения экзогенной ДНК в эукариотические клетки называется

трансфекцией. Все эти методы основаны на подборе условий,

облегчающих прохождение плазмидной или фаговой ДНК через

клеточные и ядерные мембраны. Для повышения проницаемости

мембран используют два разных подхода. В первом случае про-

водят обработку векторной ДНК и клеток хозяина буферными

растворами, повышающими проницаемость клеточных и ядерных

мембран (метод кальций-фосфатной преципитации,

DEAE-декстран-опосредованная трансфекция). Во втором случае

используют краткосрочное физическое воздействие на клетки

для создания в мембранах микропор, проходимых для макромоле-

кул ДНК (метод электропорации - воздействие высоковольтным

электрическим полем, "бомбардировка" частицами золота и

т.п.). Более подробно проблемы векторов и методы генетичес-

кой трансфрмации (трансдукции) рассмотрены в Главе IX. Воп-

росам молекулярного клонирования также посвящена обширная

литература (Гловер, 1988; 1989; Шишкин, Калинин, 1992; Мани-

атис и др., 1984; Дейвис, 1990; Sambrook et al., 1989).

1.5 Геномные и к-ДНК-овые библиотеки генов, их скрининг.

Рассмотрим более подробно методы выделения и идентифи-

кации фрагментов ДНК, необходимых для анализа или для

использования в качестве ДНК-зондов. Основным источником

этих фрагментов являются искусственным образом сконструиро-

ванные библиотеки генов, в которых осуществляют поиск или

скрининг нужных последовательностей ДНК разными методами в

зависимости от специфических особенностей этих последова-

тельностей. Библиотека генов это полный набор клонированных

перекрывающихся фрагментов ДНК, полученных в результате

рестрикции или механического разрезания тотальной ДНК, выде-

ленной из какого-либо специфического источника. В зависи-

мости от происхождения ДНК различают геномные и кДНК-овые

библиотеки генов. Для конструирования геномных библиотек ис-

пользуют ДНК, выделенную из тканей, культур клеток, из от-

дельных хромосом или из их фрагментов. При создании кДНК

-овых библиотек выделяют тотальную мРНК из тканей или куль-

тивируемых клеток, в которых заведомо экспрессируются инте-

ресующие исследователя гены. На следующем этапе методом об-

ратной транскрипции (РНК-ДНК) синтезируют кДНК. Затем её

разрезают и упаковывают в выбранный для клонирования вектор.

Схема конструирования геномных и кДНК-овых библиотек предс-

тавлена на рис.1.6. Как видно на схеме в геномных библиоте-

ках присутствуют не только кодирующие последовательности ге-

нов, но также несмысловые внутригенные последовательности -

интроны и межгенные участки ДНК, причем удельный вес некоди-

рующих фрагментов ДНК значительно выше. кДНК-овые библиотеки

состоят только из кодирующих - экзонных, областей генов. На-

иболее удобный размер инсертируемой ДНК сопоставим со сред-

ним размером гена млекопитающих и составляет 15 - 25 тысяч

пар оснований (kb). Оптимальный по размеру набор перекрываю-

щихся последовательностей геномной ДНК человека получается

после ее переваривания частощепящими рестриктазами Sau3a или

Mbo1. Информационная емкость каждой библиотеки, то есть ко-

личество клонов с различными инсертированными фрагментами

ДНК, определяется размерами исходного генома и необходи-

мостью присутствия каждой его последовательности хотя бы в

одном клоне. Поэтому достаточно представительные геномные

библиотеки млекопитающих обычно содержат не менее 8*10!5 -

10!6 различных клонов.

Чаще библиотеки конструируют на основе фаговых или

космидных клонирующих векторов, так как в таком виде легче

хранить большие количества химерных ДНК. Для создания библи-

отек генов человека особенно удобны векторы, полученные на

основе фага лямбда, такие как EMBL3 или EMBL4. Пакующая

способность этих векторов от 9 до 23 кб, они содержат много

удобных клонирующих сайтов, так что для инсерции ДНК могут

быть использованы разные рестриктазы. Кроме того, эти векто-

ры не содержат последовательностей плазмид, наиболее часто

используемых для клонирования : pBR322 и ColE1. Это позволя-

ет проводить отбор нужных клонов с помощью фаговой ДНК, не

вырезая предварительно инсертированный в нее фрагмент. Для

создания библиотек клонов, содержащих большие районы ДНК,

используется технология искусственных дрожжевых хромосом

-YAC. Последние представляют собой крупные (до 1 млн п.о.)

фрагмены геномной ДНК человека, сшитые с центромерными райо-

нами хромосом дрожжей. После идентификации в таких библиоте-

ках нужных клонов с инсертированными фрагментами чужеродных

ДНК последние могут быть субклонированы в фаговых или

космидных библиотеках.

Скрининг библиотек проводят путем гибридизации на

фильтрах с олигонуклеотидными, кДНК-овыми или любыми иными

ДНК-зондами, а также с помощью антител, если библиотека

сконструирована на основе экспрессионного вектора (рис.1.7).

Для этого химерные фаги, составляющие библиотеку, высевают

на плотно растущий в чашках Петри газон бактерий таким обра-

зом, чтобы образовались отдельные литические бляшки в ре-

зультате инфецирования клеток одним рекомбинантным фагом.

Все культуры дублируют путем отпечатка - реплики, на другие

чашки Петри. Затем на исходные культуры накладывают фильтры

и переносят на них растущие и лизированные колонии, проводят

их разрушение, фиксацию белков и ДНК на фильтре и блот гиб-

ридизацию с меченым ДНК-зондом или иммуноблот с мечеными ан-

тителами (для экспрессионных библиотек). После отмывки филь-

тров от несвязавшихся меченых зондов и радиоавтографии на

рентгеновской пленке проявятся темные пятна в местах локали-

зации колоний, содержащих в инсертированном фрагменте ДНК

последовательности, комплементарные зонду, или специфические

антигены. Отбор положительных колоний фагов на дублированных

культурах производят именно в тех местах, где произошло по-

темнение пленки. Чтобы избежать возможного загрязнения,

отобранные колонии размножают и вновь подвергают скринирова-

нию. Обычно, инсертированную ДНК изолируют из бактериофага и

субклонируют в плазмидном векторе, позволяющем наращивать

большие количества этой ДНК.

1.6 Секвенирование последовательностей ДНК.

Следующими этапами анализа отобранного и клонированного

ДНК фрагмента являются его физическое картирование и опреде-

ление нуклеотидной последовательности, то есть секвенирова-

ние. Методология секвенирования достаточна проста и заключа-

ется в том, чтобы получить серию комплементарных молекул

ДНК, различающихся по длине на одно основание. На практике,

однако, определение нуклеотидной последовательности протя-

женных молекул ДНК представляет собой весьма трудоемкую за-

дачу. Существует два основных метода секвенирования: хими-

ческое - метод Максама-Гильберта и дидезоксисеквенирование -

метод Сэнджера. В первом случае используют химическое

расщепление ДНК по одному основанию, во втором - синтезируют

нужную цепь ДНК in vitro, специфически останавливая синтез

на заданном основании.

Чаще при секвенировании используют метод Сэнджера, так

как он более надежный и простой в исполнении. Принцип данно-

го метода показан на рис.1.8. На первом этапе ДНК денатури-

руют, чтобы получить однонитевые молекулы. Затем добавляют

секвенирующий праймер - искусственно синтезированную олиго-

нуклеотидную последовательность, комплементарную определен-

ному участку исходной молекулы ДНК. Создают условия для гиб-

ридизации праймера, то есть для образования двухцепочечного

участка, и инициируют синтез ДНК, добавляя в реакционную

смесь ДНК-полимеразу и трифосфаты - dATP, dCTP, dGTP и dTTP,

один из которых является радиоактивным. Синтез ведут в четы-

рех параллельных пробирках, в каждую из которых добавляют

один из специфических дидезоксинуклеотидов или терминаторов

- ddATP, ddCTP, ddGTP или ddTTP. При встраивании ddNTP на

место соответствующего нуклеотида синтез ДНК прекращается.

Таким образом, в каждой из пробирок получают набор различаю-

Страницы: 1, 2, 3, 4, 5, 6, 7, 8, 9, 10, 11, 12, 13, 14